本产品供科学研究和生产使用，用于组织和细胞的体外培养。禁止临床使用。
1. 在操作过程中应避免 RNase 污染，防止 RNA 降解或实验中的交叉污染，建议在专门的 区域进行 RNA 操作，使用专门的仪器和耗材，操作人员带口罩和一次性手套并经常更 换手套。 2. 实验尽量使用一次性塑料器皿，若使用玻璃器皿，应使用 0.1％DEPC（焦碳酸二乙 酯）水溶液在 37℃处理 12 小时，并在 120℃下高压灭菌 30 分钟后使用，或者将玻璃 器皿在 180℃下干热灭菌 60 分钟后使用。实验中用到的无菌水应使用 0.1%的 DEPC 处 理后进行高压灭菌。 3. 本试剂盒中的所有试剂使用前请上下颠倒轻轻混匀，尽量避免起泡，并经短暂离心后使用。所涉及的酶类使用后应尽快放回-20℃，避免反复冻融。 4. 本试剂盒必须使用特异性引物，引物的选择可根据具体实验来选择，引物设计的好坏 直接影响到 RT-PCR 反应的结果，设计引物时需考虑 GC 含量，引物长度，引物位 置，PCR 产物的二级结构等因素，建议采用专业的引物设计软件来设计。
本产品供科学研究和生产使用，用于组织和细胞的体外培养。 禁止临床使用。
（注意：以下举例为常规PCR反应体系和反应条件，实际操作中应根据模板、引物结构和目的 片段大小不同进行相应的调整和优化） 1. PCR 体系： 推荐体系（50 μl）试剂用量模板 DNA10 × Pfu Buffer5 μldNTP Mixture(2.5 mM each)4 μlPrimer 1 (10 μM)2 μlPrimer 2 (10 μM)2 μlPfu DNA Polymerase (2.5 U/μl)0.5 ~ 1 μlddH2OUp to 50 μl（注意：a 引物浓度请以终浓度 0.1-1.0μM 作为设定范围的参考。扩增效率不高的情况下，可提 高引物的浓度；发生非特异性反应时，可降低引物浓度，由此优化反应体系。b 镁离子浓度请以 终浓度 1.5-3mM 作为设定范围的参考。可根据不同的引物对和模板来调节镁离子浓度，由此优 化反应体系）2. PCR 程序过程温度时间预变性94℃5 min变性94℃30 sec25~35cycles 退火55-65℃30 sec延伸72℃1kb/60 sec终延伸72℃5 min（注意：a.一般实验中退火温度比扩增引物的熔解温度 Tm 低 5℃，无法得到理想的扩增效率时， 适当降低退火温度；发生非特异性反应时，提高退火温度，由此优化反应条件。b.延伸时间应根 据所扩增片段大小设定，Taq DNA Polymerase 的扩增效率为 1 kb/60 sec。c.可根据扩增产物的下 游应用设定循环数。如果循环次数太少，扩增量不足；如果循环次数太多，错配机率会增加，非 特异性背景严重。所以，在保证产物得率的前提下，应尽量减少循环次数） 3. 结果检测：反应结束后取 5 μl 反应产物，加入适量上样缓冲液后进行琼脂糖凝胶电泳 检测。
（注意：以下举例为常规PCR反应体系和反应条件，实际操作中应根据模板、引物结构和目的 片段大小不同进行相应的调整和优化） 1. PCR 体系： 推荐体系（50 μl）试剂用量模板 DNA10 × Taq Plus Buffer5 μldNTP Mixture(2.5 mM each)4 μlPrimer 1 (10 μM)2 μlPrimer 2 (10 μM)2 μlHotstart Taq Plus DNA Polymerase (2.5 U/μl)0.5 ~ 1 μlddH2OUp to 50 μl（注意：a 引物浓度请以终浓度 0.1-1.0μM 作为设定范围的参考。扩增效率不高的情况下，可提高引物的浓度；发生非特异性反应时，可降低引物浓度，由此优化反应体系。b 镁离子浓度请以 终浓度 1.5-3mM 作为设定范围的参考。可根据不同的引物对和模板来调节镁离子浓度，由此优 化反应体系）2. PCR 程序过程温度时间预变性94℃5 min变性94℃30 sec25~35cycles 退火55-65℃30 sec延伸72℃1kb/30 sec终延伸72℃5 min（注意：a 一般实验中退火温度比扩增引物的熔解温度 Tm 低 5℃，无法得到理想的扩增效率时， 适当降低退火温度；发生非特异性反应时，提高退火温度，由此优化反应条件。b 延伸时间应根 据所扩增片段大小设定，Hotstart Taq Plus DNA Polymerase 的扩增效率为 1 kb/20-30 sec。c 可 根据扩增产物的下游应用设定循环数。如果循环次数太少，扩增量不足；如果循环次数太多，错 配机率会增加，非特异性背景严重。所以，在保证产物得率的前提下，应尽量减少循环次数）3. 结果检测：反应结束后取 5 μl 反应产物，加入适量上样缓冲液后进行琼脂糖凝胶...
（注意：以下举例为常规qPCR 反应体系和反应程序，实际操作中应根据模板、引物结构和目的 片段大小不同进行相应的改进和优化） 1. 根据以下表格配置反应体系，总体积为20 μl试剂用量终浓度2 × Probe qPCR Mix10 μl1 ×正义引物 (10 μM)0.5 μl0.25 μM反义引物 (10 μM)0.5 μl0.25 μM探针(10 μM)0.5 μl0.25 μM模板 DNAx μlDEPC-ddH2OUp to 20 μl注意：1）通常引物浓度以 0.25 μM 可以得到较好结果，可以在 0.1 ~ 1.0 μM 作为设定范围的参考。 2）使用的探针浓度，与使用的荧光定量 PCR 仪、探针种类、荧光标记物质种类有关，实际使用时 请参照仪器说明书，或各荧光探针的具体使用要求进行浓度的调节。 3）通常 DNA 模板的量以 10-100 ng 基因组 DNA 或 1-10 ng cDNA 为参照，因不同物种的模板中含 有的目的基因拷贝数不同，可对模板进行梯度稀释，以确定最佳的模板使用量。 2. qPCR 反应程序，两步法 PCR：过程温度时间预变性95℃5 min35 ~ 40cycles变性95℃15 sec退火/延伸60℃30 sec（注意：建议采用两步法 PCR 反应程序，若因使用 Tm 值较低的引物等原因，得不到良好的实验结 果时，可尝试进行三步法 PCR 扩增，退火温度请以 55℃ - 65℃的范围作为设定参考）